印尼pcr檢測什麼

A. PCR產物的檢測方法有哪些都有什麼原理

PCR產物的檢測方法：

1. 瓊脂糖凝膠電泳

   這是實驗室最常用的方法，簡便易行，只需少量DNA即可進行實驗。其原理是不同大小的DNA分子通過瓊脂糖凝膠時，由於泳動速度不同而被分離，經溴化乙錠（EB）染色，在紫外光照射下DNA分子發出熒光而判定其分子的大小。

   用於電泳檢測PCR產物的瓊脂糖濃度常為1%—2%，應該使用純度高的電泳純級瓊脂糖，這種瓊脂糖已除去了熒光抑制劑及核酸酶等雜質。

   （1）制膠

   瓊脂糖凝膠厚度約為3~5mm。過薄則加樣孔樣品會溢出來，過厚觀察時熒光穿透不強以至有些小片段DNA帶型不易分辨。如配製2%凝膠100ml，稱取瓊脂糖2g於三角瓶中，加入100ml0.5×TBE液，微波爐加熱2-5min，使瓊脂糖完全溶解（注意不要暴沸），置室溫等溫度下降至60℃時，加入終濃度0.5μg/ml的EB液，充分混勻後倒板（注意排除氣體）。

   （2）加樣和電泳

   上樣時一般取PCR反應液5~10μl，加入3μl溴酚蘭液，充分混勻，加入凝膠加樣孔中。電泳儀可用一般穩壓可調中壓電泳儀，電泳工作液為0.5×TBE液，接通電源，使樣品由負極向正極移動。60-100V恆壓電泳約30-60分鍾。

   （3）檢測

   將凝膠板放在紫外透射儀的石英玻璃台上進行檢測，DNA產物與熒光染料EB形成橙黃色熒光復合物。觀察各泳道是否有橙黃色熒光帶出現，並與擴增時所設的陽性對照比較，判斷陽性或陰性結果。也可在電泳時以標準分子量作對照，判斷其擴增片段是否與設計的大小相一致。

2. 聚丙烯醯胺凝膠電泳

   聚丙烯醯胺凝膠電泳比瓊脂糖凝膠電泳繁瑣，但在引物純化、PCR擴增指紋圖、多重PCR擴增、PCR擴增產物的酶切限制性長度多態性分析時常用到。

   聚丙烯醯胺凝膠電泳分辨DNA片段的有效范圍：

   (1)制膠
   

   在兩塊制膠玻璃板中間放上墊片，放上制膠架，擰緊制膠螺絲夾緊玻璃板。

   制備適量合適濃度的凝膠，使之略多於膠板。制備100μl體積凝膠的配製方法見下表。

   不同濃度（%）聚丙醯胺凝膠的製法：

   
   

   

   
   

   在加入TEMED和10%過硫酸銨後，立即混勻，倒入放置45℃角的玻璃板內，完全注滿（注意不要有氣泡），迅速將玻璃板放置水平位置。立即放成型梳子於腔頂並夾緊，待30-60分鍾膠聚合後，取下膠板，放入電泳槽中固定。

   （2）加樣和電泳

   上下槽中加入1×TBE電泳緩沖液，溢過加樣孔，拔出梳子，排出加樣孔中的氣泡，將PCR產物或限制性內切酶消化產物2與1上樣緩沖液混勻，用微量注射器加入加樣孔底部，使樣品在孔底成一層，兩側孔中加入標準分子量的DNAMarker。

   以2-10V/cm電壓電泳，電泳時間足夠長，使片斷足以分開，待指示劑走到適宜位置時關閉電源，將膠片取出。

   （3）銀染

   分開兩塊玻璃板，將凝膠片放入100ml銀染固定液中振盪15min，雙蒸水洗3次，每次2min，然後將凝膠片轉入100ml0.2%的AgNO3中於搖床上染色約10min，吸去AgNO3液，用雙蒸水洗3次，每次30s，加入100ml顯色液約7-10min，待DNA帶顯示清除時，吸去顯色液，加入固定液Na2CO3，靜置2-3min，取出凝膠觀察。

B. 什麼是pcr檢測

聚合酶鏈反應(Polymerase Chain Reaction ,PCR)是80年代中期發展起來的體外核酸擴增技術。

上面這句是網路來的

簡單來說，這種技術，是一種 DNA片段擴增技術

我們有時候需要檢測某種目的 DNA片段是否存在。

但是該片段的量比較少，如果是直接檢測，則不容易檢測出來。

這個時候就需要採用 pcr 技術，在體外，比如 EP管內， 對這個DNA片段進行擴增。

打個比方，就好比是一個喇叭，把一個很小的聲音放大，我們就很容易聽到一樣。

通過PCR擴增之後，我們要檢測的那個DNA片段 的數目 被 增大 幾百萬倍，這個時候我們檢測就很容易了。

PCR擴增是指數級的

||
/ \
|| || (1個變2個，2個變4個)
/ \ / \
|| |||| ||

C. 請問PCR檢測是什麼意思

何謂pcr檢測定量PCR 技術有廣義概念和狹義概念。廣義概念的定量PCR技術是指以外參或內參為標准，通過對PCR終產物的分析或PCR過程的監測，進行PCR起始模板量的定量。廣義概念下的定量PCR技術可以分為五種類型：（1）外參法+終產物分析。所謂「外參法」是指樣本與陽性參照在兩個反應容器內反應。這種類型沒有對樣本進行質控監測，易出現假陰假陽結果，沒有監測擴增效率，定量不準。（2）內參法+終產物分析。所謂「內參法」是指樣本與陽性參照在一個反應容器內反應。這種類型對樣本進行質控監測，排除假陰結果，但是定量不準。（3）外標法+過程監測。這種類型監測擴增效率，陽性樣本定量准，但是無法排除假陰結果。（4）內參法+過程監測。由於樣本與陽性參照在一個容器內反應，用同樣的Taq酶和反應參與物，存在竟爭性抑制，起始模板量濃度高的反應會抑制起始模板量濃度低的反應，所以定量不準。（5）外標法+過程監測+內對照。這種類型監測擴增效率，陽性樣本定量准，同時排除假陰結果。這種類型是應該提倡的。PCR過程的監測有多種檢測模式。最常用的有三種檢測模式：（1）RGreenI檢測模式。溫度循環為94—55—72°C三步法，只有引物，無探針，熒光染料鑲嵌在雙股螺旋鏈中間。通過對特定方向的強熒光檢測獲得信號，這種試劑檢測模式易產生非特異信號，且本底光較大。（2）解探針模式 溫度循環為94—60°C二步法，不僅有引物，還有另外一個特異針對擴增模板的探針在引物對之間。在探針相鄰兩個鹼基上分別結合兩個熒光染料，一個染料接受激發光得到的能量傳給了第二個染料，接受能量的第二個染料通過發射特徵光子回到穩定態。當Taq酶在60°C延伸擴增鏈時，遇到探針，利用Taq酶5`—3`外切酶活性將探針水解成單個鹼基，單個鹼基之間距離較遠，第一個染料的能量無法傳給第二個染料，只好通過發射特徵光子回到穩定態，通過對溶液中第一個染料的熒光檢測獲得信號。這種試劑檢測模式增加了檢測信號的特異性，但是由於利用了Taq酶5`—3`外切酶活性，一般試劑廠家只給Taq酶的聚合酶活性定標，沒有同時給Taq酶5`—3`外切酶活性定標，不同批號試劑之間會給定量帶來差異。另外對探針的熔點溫度（Tm）僅要求其高於60°C，這就使不同試劑盒之間的特異性參差不齊，而且無法做質控檢測。（3）雜交探針 模式。溫度循環為94—55—72°C三步法，有引物，二個特異針對擴增模板相鄰的探針在引物對之間，在一個探針3`鹼基上結合一個熒光染料，在另一個探針5`鹼基上結合第二個熒光染料。在55°C時，兩個探針都剛好接合在模板上，第一個染料接受激發光得到的能量傳給了第二個染料，接受能量的第二個染料通過發射特徵光子回到穩定態，通過對結合在擴增模板上雙探針中第二個染料的熒光檢測獲得信號。這種試劑檢測模式中熒光信號與特定雜交溫度相關，探針的濃度始終保持不變，因此可以在擴增後檢測熔解曲線作為信號的特異性質控。另外這種試劑檢測模式可以用於點突變檢測。狹義概念的定量PCR技術（嚴格意義的定量PCR技術）是指用外標法（熒光雜交探針保證特異性）通過監測PCR過程（監測擴增效率）達到精確定量起始模板數的目的，同時以內對照有效排除假陰性結果(擴增效率為零)。在國家沒有出台陰陽判定標准時，所用PCR系統靈敏度最好達到一個拷貝（一個病毒）。從理論上說，只要有一個拷貝數，樣本就算陽性；一個拷貝數都沒有才算陰性。

D. PCR產物的檢測方法有哪些都有什麼原理

1.瓊脂糖凝膠電泳
同時點分子量marker，根據marker條帶判斷產物分子量大小，從而大致判斷是不是你要的
2.酶切
已知你產物的序列，看上面有什麼酶切位點，用一個酶或者兩個酶切斷，看與理論預測的條帶數目和大小是否一致。一般檢測有以上兩步就行了，如果需要知道確切的需要進行3
3.測序
連接到pMD-18t
載體上，轉到大腸桿菌中。拿到公司去測序，測序結果通過gene
bank比對看與哪個基因一致，這種方法最准確
4.表達
pcr產物連到真核或者原核表達載體上，適宜條件表達出來以後的蛋白做質譜分析，看與理論產物表達的蛋白是否有一致的片段

E. 什麼是PCR檢測他的原理是什麼需要什麼材料

• 聚合酶鏈反應(Polymerase Chain Reaction ,PCR)是80年代中期發展起來的體外核酸擴增技術。它具有特異、敏感、產率高、快速、簡便、重復性好、易自動化等突出優點；能在一個試管內將所要研究 的目的基因或某一DNA片段於數小時內擴增至十萬乃至百萬倍,使肉眼能直接觀察和判斷；可從一根毛發、一滴血、甚至一個細胞中擴增出足量的DNA供分析研 究和檢測鑒定。過去幾天幾星期才能做到的事情，用PCR幾小時便可完成。PCR技術是生物醫學領域中的一項革命性創舉和里程碑。

• PCR技術簡史

• PCR的最早設想 核酸研究已有100多年的歷史，本世紀60年代末、70年代初人們致力於研究基因的體外分離技術，Korana於1971年最早提出核酸體外擴增的設想：「經過DNA變性，與合適的引物雜交，用DNA聚合酶延伸引物，並不斷重復該過程便可克隆tRNA基因」。

• PCR的實現 1985年美國PE-Cetus公司人類遺傳研究室的Mullis等發明了具有劃時代意義的聚合酶鏈反應。其原理類似於DNA的體內復制，只是在試管中給 DNA的體外合成提供以致一種合適的條件---摸板DNA，寡核苷酸引物，DNA聚合酶，合適的緩沖體系，DNA變性、復性及延伸的溫度與時間。

• PCR的改進與完善 Mullis最初使用的DNA聚合酶是大腸桿菌DNA聚合酶I的 Klenow片段，其缺點是：①Klenow酶不耐高溫，90℃會變性失活，每次循環都要重新加。②引物鏈延伸反應在37℃下進行，容易發生模板和引物之 間的鹼基錯配，其PCR產物特異性較差，合成的DNA片段不均一。此種以Klenow酶催化的PCR技術雖較傳統的基因擴增具備許多突出的優點，但由於 Klenow酶不耐熱，在DNA模板進行熱變性時，會導致此酶鈍化，每加入一次酶只能完成一個擴增反應周期，給PCR技術操作程序添了不少困難。這使得 PCR技術在一段時間內沒能引起生物醫學界的足夠重視。1988年初，Keohanog改用T4 DNA聚合酶進行PCR，其擴增的DNA片段很均一，真實性也較高，只有所期望的一種DNA片段。但每循環一次，仍需加入新酶。1988年Saiki 等從溫泉中分離的一株水生嗜熱桿菌(thermus aquaticus) 中提取到一種耐熱DNA聚合酶。此酶具有以下特點：①耐高溫，在70℃下反應2h後其殘留活性大於原來的90%，在93℃下反應2h後其殘留活性是原來的 60%，在95℃下反應2h後其殘留活性是原來的40%。②在熱變性時不會被鈍化，不必在每次擴增反應後再加新酶。③大大提高了擴增片段特異性和擴增效 率，增加了擴增長度(2.0Kb)。由於提高了擴增的特異性和效率，因而其靈敏性也大大提高。為與大腸桿菌多聚酶I Klenow片段區別，將此酶命名為Taq DNA多聚酶(Taq DNA Polymerase)。此酶的發現使PCR廣泛的被應用。

• PCR技術基本原理

• PCR技術的基本原理 類似於DNA的 天然復制過程，其特異性依賴於與靶序列兩端互補的寡核苷酸引物。PCR由變性--退火--延伸三個基本反應步驟構成：①模板DNA的變性：模板DNA經加 熱至93℃左右一定時間後，使模板DNA雙鏈或經PCR擴增形成的雙鏈DNA解離，使之成為單鏈，以便它與引物結合，為下輪反應作準備；②模板DNA與引 物的退火(復性)：模板DNA經加熱變性成單鏈後，溫度降至55℃左右，引物與模板DNA單鏈的互補序列配對結合；③引物的延伸：DNA模板--引物結合 物在TaqDNA聚合酶的作用下，以dNTP為反應原料，靶序列為模板，按鹼基配對與半保留復制原理，合成一條新的與模板DNA 鏈互補的半保留復制鏈重復循環變性--退火--延伸三過程，就可獲得更多的「半保留復制鏈」，而且這種新鏈又可成為下次循環的模板。每完成一個循環需 2～4分鍾，2～3小時就能將待擴目的基因擴增放大幾百萬倍。到達平台期(Plateau)所需循環次數取決於樣品中模板的拷貝。

• PCR的反應動力學 PCR的三個反應步驟反復進行，使DNA擴增量呈指數上升。反應最終的DNA 擴增量可用Y＝(1＋X)n計算。Y代表DNA片段擴增後的拷貝數，X表示平(Y)均每次的擴增效率，n代表循環次數。平均擴增效率的理論值為100%， 但在實際反應中平均效率達不到理論值。反應初期，靶序列DNA片段的增加呈指數形式，隨著PCR產物的逐漸積累，被擴增的DNA片段不再呈指數增加，而進 入線性增長期或靜止期，即出現「停滯效應」，這種效應稱平台期數、PCR擴增效率及DNA聚合酶PCR的種類和活性及非特異性產物的竟爭等因素。大多數情 況下，平台期的到來是不可避免的。

• PCR擴增產物 可分為長產物片段和短產物片段兩部分。短產物片段的長度嚴格地限定在兩個引物鏈5』端之間，是需要擴增的特定片段。短產物片段和長產物片段是由於引物所 結合的模板不一樣而形成的，以一個原始模板為例，在第一個反應周期中，以兩條互補的DNA為模板，引物是從3』端開始延伸，其5』端是固定的，3』端則沒 有固定的止點，長短不一，這就是「長產物片段」。進入第二周期後，引物除與原始模板結合外，還要同新合成的鏈(即「長產物片段」)結合。引物在與新鏈結合 時，由於新鏈模板的5』端序列是固定的，這就等於這次延伸的片段3』端被固定了止點，保證了新片段的起點和止點都限定於引物擴增序列以內、形成長短一致的 「短產物片段」。不難看出「短產物片段」是按指數倍數增加，而「長產物片段」則以算術倍數增加，幾乎可以忽略不計， 這使得PCR的反應產物不需要再純化，就能保證足夠純DNA片段供分析與檢測用。

• PCR反應體系與反應條件

• 標準的PCR反應體系：

• 10×擴增緩沖液 10ul

• 4種dNTP混合物 各200umol/L

• 引物 各10～100pmol

• 模板DNA 0.1～2ug

• Taq DNA聚合酶 2.5u

• Mg2+ 1.5mmol/L

• 加雙或三蒸水至 100ul

• PCR反應五要素： 參加PCR反應的物質主要有五種即引物、酶、dNTP、模板和Mg2+

• 引物： 引物是PCR特異性反應的關鍵，PCR 產物的特異性取決於引物與模板DNA互補的程度。理論上，只要知道任何一段模板DNA序列，就能按其設計互補的寡核苷酸鏈做引物，利用PCR就可將模板DNA在體外大量擴增。

• 設計引物應遵循以下原則：

• ①引物長度： 15-30bp，常用為20bp左右。

• ②引物擴增跨度： 以200-500bp為宜，特定條件下可擴增長至10kb的片段。

• ③引物鹼基：G+C含量以40-60%為宜，G+C太少擴增效果不佳，G+C過多易出現非特異條帶。ATGC最好隨機分布，避免5個以上的嘌呤或嘧啶核苷酸的成串排列。

• ④避免引物內部出現二級結構，避免兩條引物間互補，特別是3』端的互補，否則會形成引物二聚體，產生非特異的擴增條帶。

• ⑤引物3』端的鹼基，特別是最末及倒數第二個鹼基，應嚴格要求配對，以避免因末端鹼基不配對而導致PCR失敗。

• ⑥引物中有或能加上合適的酶切位點，被擴增的靶序列最好有適宜的酶切位點，這對酶切分析或分子克隆很有好處。

• ⑦引物的特異性：引物應與核酸序列資料庫的其它序列無明顯同源性。

• 引物量： 每條引物的濃度0.1～1umol或10～100pmol，以最低引物量產生所需要的結果為好，引物濃度偏高會引起錯配和非特異性擴增，且可增加引物之間形成二聚體的機會。

• 酶及其濃度 目前有兩種Taq DNA聚合酶供應， 一種是從棲熱水生桿菌中提純的天然酶，另一種為大腸菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反應約需酶量2.5U(指總反應體積為100ul時)，濃度過高可引起非特異性擴增，濃度過低則合成產物量減少。

• dNTP的質量與濃度 dNTP的質量與濃度和PCR擴增效率有密切關系，dNTP粉呈顆粒狀，如保存不當易變性失去生物學活性。dNTP溶液呈酸性，使用時應配成高濃度後，以1M NaOH或1M Tris。HCL的緩沖液將其PH調節到7.0～7.5，小量分裝， -20℃冰凍保存。多次凍融會使dNTP降解。在PCR反應中，dNTP應為50～200umol/L，尤其是注意4種dNTP的濃度要相等( 等摩爾配製)，如其中任何一種濃度不同於其它幾種時(偏高或偏低)，就會引起錯配。濃度過低又會降低PCR產物的產量。dNTP能與Mg2+結合，使游離的Mg2+濃度降低。

• 模板(靶基因)核酸 模板核酸的量與純化程度，是PCR成敗與否的關鍵環節之一，傳統的DNA純化方法通常採用SDS和蛋白酶K來消化處理標本。 SDS的主要功能是： 溶解細胞膜上的脂類與蛋白質，因而溶解膜蛋白而破壞細胞膜，並解離細胞中的核蛋白，SDS 還能與蛋白質結合而沉澱；蛋白酶K能水解消化蛋白質，特別是與DNA結合的組蛋白，再用有機溶劑酚與氯仿抽提掉蛋白質和其它細胞組份，用乙醇或異丙醇沉澱 核酸。提取的核酸即可作為模板用於PCR反應。一般臨床檢測標本，可採用快速簡便的方法溶解細胞，裂解病原體，消化除去染色體的蛋白質使靶基因游離，直接 用於PCR擴增。RNA模板提取一般採用異硫氰酸胍或蛋白酶K法，要防止RNase降解RNA。

• Mg2+濃度 Mg2+對PCR擴增的特異性和產量有顯著的影響，在一般的PCR反應中，各種dNTP濃度為200umol/L時，Mg2+濃度為1.5～2.0mmol/L為宜。Mg2+濃度過高，反應特異性降低，出現非特異擴增，濃度過低會降低Taq DNA聚合酶的活性，使反應產物減少。

• PCR反應條件的選擇

• PCR反應條件為溫度、時間和循環次數。

• 溫度與時間的設置： 基於PCR原理三步驟而設置變性-退火-延伸三個溫度點。在標准反應中採用三溫度點法，雙鏈DNA在90～95℃變性，再迅速冷卻至40 ～60℃，引物退火並結合到靶序列上，然後快速升溫至70～75℃，在Taq DNA 聚合酶的作用下，使引物鏈沿模板延伸。對於較短靶基因(長度為100～300bp時)可採用二溫度點法， 除變性溫度外、退火與延伸溫度可合二為一，一般採用94℃變性，65℃左右退火與延伸(此溫度Taq DNA酶仍有較高的催化活性)。

• ①變性溫度與時間：變性溫度低，解鏈不完全是導致PCR失敗的最主要原因。一般情況下，93℃～94℃lmin足以使模板DNA變性，若低於93℃則 需延長時間，但溫度不能過高，因為高溫環境對酶的活性有影響。此步若不能使靶基因模板或PCR產物完全變性，就會導致PCR失敗。

• ②退火(復性)溫度與時間：退火溫度是影響PCR特異性的較重要因素。變性後溫度快速冷卻至40℃～60℃，可使引物和模板發生結合。由於模板DNA 比引物復雜得多，引物和模板之間的碰撞結合機會遠遠高於模板互補鏈之間的碰撞。退火溫度與時間，取決於引物的長度、鹼基組成及其濃度，還有靶基序列的長 度。對於20個核苷酸，G+C含量約50%的引物，55℃為選擇最適退火溫度的起點較為理想。引物的復性溫度可通過以下公式幫助選擇合適的溫度：

• Tm值(解鏈溫度)=4(G+C)＋2(A+T)

• 復性溫度=Tm值-(5～10℃)

• 在Tm值允許范圍內， 選擇較高的復性溫度可大大減少引物和模板間的非特異性結合，提高PCR反應的特異性。復性時間一般為30～60sec，足以使引物與模板之間完全結合。

• ③延伸溫度與時間：Taq DNA聚合酶的生物學活性：

• 70～80℃ 150核苷酸/S/酶分子

• 70℃ 60核苷酸/S/酶分子

• 55℃ 24核苷酸/S/酶分子

• 高於90℃時， DNA合成幾乎不能進行。

• PCR反應的延伸溫度一般選擇在70～75℃之間，常用溫度為72℃，過高的延伸溫度不利於引物和模板的結合。PCR延伸反應的時間，可根據待擴增片段的長度而定，一般1Kb以內的DNA片段，延伸時間1min是足夠 的。3～4kb的靶序列需3～4min；擴增10Kb需延伸至15min。延伸進間過長會導致非特異性擴增帶的出現。對低濃度模板的擴增，延伸時間要稍長些。

• 循環次數 循環次數決定PCR擴增程度。PCR循環次數主要取決於模板DNA的濃度。一般的循環次數選在30～40次之間，循環次數越多，非特異性產物的量亦隨之增多。

• PCR反應特點

• 特異性強 PCR反應的特異性決定因素為：

• ①引物與模板DNA特異正確的結合；

• ②鹼基配對原則；

• ③Taq DNA聚合酶合成反應的忠實性；

• ④靶基因的特異性與保守性。

• 其中引物與模板的正確結合是關鍵。引物與模板的結合及引物鏈的延伸是遵循鹼基配對原則的。聚合酶合成反應的忠實性及Taq DNA聚合酶耐高溫性，使反應中模板與引物的結合(復性)可以在較高的溫度下進行，結合的特異性大大增加，被擴增的靶基因片段也就能保持很高的正確度。再通過選擇特異性和保守性高的靶基因區，其特異性程度就更高。

• 靈敏度高 PCR產物的生成量是以指數方式增加的，能將皮克(pg=10-12g)量級的起始待測模板擴增到微克(ug=10-6g)水平。能從100萬個細胞中檢出一個靶細胞；在病毒的檢測中，PCR的靈敏度可達3個RFU(空斑形成單位)；在細菌學中最小檢出率為3個細菌。

• 簡便、快速 PCR反應用耐高溫的Taq DNA聚合酶，一次性地將反應液加好後，即在DNA擴增液和水浴鍋上進行變性-退火-延伸反應，一般在2～4 小時完成擴增反應。擴增產物一般用電泳分析，不一定要用同位素，無放射性污染、易推廣。

• 對標本的純度要求低 不需要分離病毒或細菌及培養細胞，DNA 粗製品及總RNA均可作為擴增模板。可直接用臨床標本如血液、體腔液、洗嗽液、毛發、細胞、活組織等粗製的DNA擴增檢測。 PCR擴增產物分析

• PCR產物是否為特異性擴增 ，其結果是否准確可靠，必須對其進行嚴格的分析與鑒定，才能得出正確的結論。PCR產物的分析，可依據研究對象和目的不同而採用不同的分析方法。

• 凝膠電泳分析：PCR產物電泳，EB溴乙錠染色紫外儀下觀察，初步判斷產物的特異性。PCR產物片段的大小應與預計的一致，特別是多重PCR，應用多對引物，其產物片斷都應符合預訐的大小，這是起碼條件。

• 瓊脂糖凝膠電泳： 通常應用1～2%的瓊脂糖凝膠，供檢測用。

• 聚丙烯醯胺凝膠電泳：6～10%聚丙烯醯胺凝膠電泳分離效果比瓊脂糖好，條帶比較集中，可用於科研及檢測分析。

• 酶切分析：根據PCR產物中限制性內切酶的位點，用相應的酶切、電泳分離後，獲得符合理論的片段，此法既能進行產物的鑒定，又能對靶基因分型，還能進行變異性研究。

• 分子雜交：分子雜交是檢測PCR產物特異性的有力證據，也是檢測PCR 產物鹼基突變的有效方法。

• Southern印跡雜交： 在兩引物之間另合成一條寡核苷酸鏈(內部寡核苷酸)標記後做探針，與PCR產物雜交。此法既可作特異性鑒定，又可以提高檢測PCR產物的靈敏度，還可知其分子量及條帶形狀，主要用於科研。

• 斑點雜交： 將PCR產物點在硝酸纖維素膜或尼膜薄膜上，再用內部寡核苷酸探針雜交，觀察有無著色斑點，主要用於PCR產物特異性鑒定及變異分析。

• 
  

F. pcr是檢查什麼的能檢查出hiv嗎

檢查基因~可以檢測HIV~

G. PCR檢查是查什麼的

PCR是現在實驗室常用的技術手段之一。一般用於病原的檢測，分子機制中各基因的檢測以及遺傳相關的檢測。
感染性疾病
PCR在醫學檢驗學中最有價值的應用領域就是對感染性疾病的診斷。理論上，只要樣本有一個病原體存在，PCR就可以檢測到。一般實驗室也能檢出10~100基因拷貝，而目前病原體抗原檢測方法一般需要105-7個病原體才可檢測到。PCR對病原體的檢測解決了免疫學檢測的「窗口期」問題，可判斷疾病是否處於隱性或亞臨床狀態。
定量PCR研究資料已表明，病原體數量與感染性疾病病情的輕重程度、傳染性及治療效果均有相關性。許多研究表明，人類免疫缺陷病毒(HIV)感染後，潛伏期長短和臨床症狀輕重與血液中的病毒量顯著相關；也有研究表明，HIV病毒載量低於一定值時，沒有傳染性。
在乙型肝炎病毒、丙型肝炎病毒定量研究中發現，病毒的數量與某些葯物的療效相關。例如，干擾素治療對肝炎病毒高拷貝者不敏感，低拷貝者敏感；而有些葯物則具有顯著降低病毒高拷貝的作用。
腫瘤
癌基因的表達增加和突變，在許多腫瘤早期和良性的階段就可出現。PCR技術不但能有效的檢測基因的突變，而且能准確檢測癌基因的表達量，可據此進行腫瘤早期診斷、分型、分期和預後判斷。
幾乎所有慢性骨髓性白血病患者都可檢測到原癌基因易位導致的BCR/ABL融合基因形成，定量PCR技術可通過檢測BCR/ABL融合基因的表達確定微量殘余惡性細胞存在的數量，以此作為治療效果和估計復發的危險性的依據。
一些病毒致癌作用也與病毒載量有關，EB病毒載量的FQ-PCR檢測結果已被用於鼻咽癌早期發現和隨訪。
遺傳病
PCR技術首次臨床應用就是從檢測鐮狀細胞和β-地中海貧血的基因突變開始的。基因的突變和缺失均會引起各種珠蛋白的表達不平衡，用FQ-PCR檢測各種珠蛋白基因表達差異，是地中海貧血診斷的有效手段

H. pcr檢查是什麼

聚合酶鏈式反應，簡稱PCR。其英文Polymease Chain Reaction(PCR)是體外酶促合成特異DNA片段的一種方法,由高溫變性、低溫退火及適溫延伸等幾步反應組成一個周期,循環進行,使目的DNA得以迅速擴增,具有特異性強、靈敏度高、操作簡便、省時等特點。它不僅可用於基因分離、克隆和核酸序列分析等基礎研究,還可用於疾病病的診斷或任何有 DNA,RNA的地方．聚合酶鏈式反應（Polymerase Chain Reaction，簡稱PCR）又稱無細胞分子克隆或特異性DNA序列體外引物定向酶促擴增技術。 由美國科學家PE（Perkin Elmer珀金-埃爾默）公司遺傳部的Dr. Mullis發明，由於PCRPCR技術在理論和應用上的跨時代意義，因此Mullis獲得了1993年諾貝爾化學獎。

DNA的半保留復制是生物進化和傳代的重要途徑。雙鏈DNA在多種酶的作用下可以變性解鏈成單鏈，在DNA聚合酶與啟動子的參與下，根據鹼基互補配對原則復製成同樣的兩分子挎貝。在實驗中發現，DNA在高溫時也可以發生變性解鏈，當溫度降低後又可以復性成為雙鏈。因此，通過溫度變化控制DNA的變性和復性，並設計引物做啟動子，加入DNA聚合酶、dNTP就可以完成特定基因的體外復制

簡略點，就是運用專門儀器，使用dNTPS、Mg2+、特異引物、DNA聚合酶以及緩沖體系，加入模板也就是DNA樣品進行體外擴增，結果進行電泳，如果能擴增出，並且擴增的產物大小與目的條帶一致，那說明引物與模板特異，檢測指標就是陽性。

I. PCR檢測是什麼意思

熒光定量PCR( realtime fluorescence quantitative PCR，RTFQ PCR) 是1996 年由美國Applied Biosystems 公司推出的一種新定量試驗技術，它是通過熒光染料或熒游標記的特異性的探針，對PCR產物進行標記跟蹤，實時在線監控反應過程，結合相應的軟體可以對產物進行分析，計算待測樣品模板的初始濃度。

J. PCR檢測的具體步驟是什麼

具體步驟就是：
1，制備瓊脂糖凝膠，或者聚丙烯醯胺凝膠
2，取少量（大概5ul）PCR產物（確定是否加入上樣緩沖液），點樣到凝膠孔里，記得點合適的maker
3，接通電源，調好電壓（120V）,開始運行
3，等跑到大概2/3處，在紫外成像儀里查看條帶。
就是如此，關鍵看你設備是否齊全